Hydrogels fibreux sous confinement biaxial

Nature Communications volume 13, Numéro d'article : 3264 (2022) Citer cet article

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Le confinement des hydrogels fibreux dans des capillaires étroits est d'une grande importance dans les systèmes biologiques et biomédicaux. L'étirement et la compression uniaxiale des hydrogels fibreux ont été largement étudiés ; cependant, leur réponse au confinement biaxial dans les capillaires reste inexplorée. Ici, nous montrons expérimentalement et théoriquement qu'en raison de l'asymétrie des propriétés mécaniques des filaments constitutifs qui sont mous à la compression et rigides à l'extension, les gels filamenteux répondent au confinement d'une manière qualitativement différente des gels à brins flexibles. Sous fort confinement, les gels fibreux présentent un faible allongement et une diminution asymptotique à zéro de leur coefficient de Poisson biaxial, ce qui se traduit par une forte densification du gel et un faible flux de liquide à travers le gel. Ces résultats mettent en lumière la résistance des caillots occlusifs contraints à la lyse par des agents thérapeutiques et stimulent le développement de bouchons endovasculaires efficaces à partir de gels à structures fibreuses pour arrêter les saignements vasculaires ou supprimer l'apport sanguin aux tumeurs.

Les réseaux fibreux sont un composant structurel et fonctionnel majeur des tissus et des cellules vivantes. L'actine est l'élément principal du cytosquelette1 ; la fibrine est un élément crucial de la cicatrisation et de la thrombose2, et le collagène, l'élastine et la fibronectine sont les constituants de la matrice extracellulaire dans le règne animal3. Les réseaux reconstitués de biopolymères fibreux sont apparus comme des matériaux avec un large éventail d'applications en ingénierie tissulaire4.

Les réseaux filamenteux représentent une classe distincte de matière molle biologique, avec des propriétés mécaniques distinctes de celles des réseaux de molécules flexibles5. Certaines de ces propriétés se sont développées au cours de l'évolution pour contrôler la réponse de la matière biologique à la déformation6. Par exemple, les réseaux fibreux présentent une élasticité linéaire à de petites déformations7,8, tandis qu'à de plus grandes déformations, ils présentent une augmentation de la rigidité9,10, assurant ainsi l'intégrité des tissus. Les implications d'autres propriétés mécaniques des gels fibreux, par exemple, la contrainte normale négative en réponse à la contrainte de cisaillement11,12 sont encore à découvrir.

Les propriétés mécaniques des hydrogels fibreux semi-flexibles ont été étudiées sous étirement uniaxial13,14 et compression8,15, mais leur compression biaxiale induite par le confinement dans des capillaires ou des tubes étroits n'a pas été examinée. Ici, nous rapportons des résultats expérimentaux et proposons théoriquement le mécanisme du comportement de l'hydrogel fibreux sous confinement biaxial dans un canal microfluidique.

Des microgels de fibrine avec un rapport de concentration et un diamètre de fibrinogène à thrombine variables, D0, de 150 à 220 μm ont été générés à l'aide d'une approche microfluidique (Fig. 1 supplémentaire). La figure 1a montre une image de microscopie confocale à fluorescence (CFM) de microgels marqués par un colorant fluorescent. Les microgels avaient une forme sphérique, une polydispersité inférieure à 5 % et une structure uniforme à l'échelle examinée par CFM (informations supplémentaires et films S1 et S2). La taille moyenne des pores des microgels (déterminée en mesurant la perméabilité de Darcy16) a été réduite de 2280 à 60 nm avec une teneur en fibrine passant de 5,25 à 37,9 mg/mL et une concentration en thrombine réduite de 2,56 à 0,27 Unité/mL, respectivement (Figs. 2 supplémentaires , 3 et tableau supplémentaire 1). La rigidité correspondante du microgel est passée de 0, 85 à 3, 6 kPa (Fig. 4 supplémentaire). Des microgels d'agarose de différentes rigidités ont été utilisés comme exemple de gels formés par des brins flexibles17.

a Image de microscopie à fluorescence de MR marqués à l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) en suspension dans du TBS. La barre d'échelle est de 500 μm. b Images SEM du SM (en haut) et du RM (en bas). Les barres d'échelle sont de 500 nm. c Schéma du canal microfluidique contenant un canal au sens large (diamètre de dl) et une constriction avec l'angle d'entrée, α, de la région conique de 15° et un diamètre, dc = 65 μm. d De gauche à droite : images de microscopie optique de RM (diamètre de D0) dans le canal dans son ensemble, la zone effilée et dans la constriction (longueur de gel confiné de Dz). Les barres d'échelle sont de 100 μm. e, f Images TEM du RM non déformé (e) et du RM occlusif (f), après son confinement d'une heure dans la constriction à 1/λr = 2,7, sa libération ultérieure et sa fixation avec une solution à 5 % en poids de glutaraldéhyde dans du TBS. Le diamètre du RM non déformé était de 176 μm. La barre d'échelle est de 100 nm.

Nous nous sommes concentrés sur les microgels de fibrine avec une rigidité de 0,85, 1,87 et 3,6 kPa (plus loin dans le texte, appelés microgels mous (SM), microgels de rigidité moyenne (MM) et microgels rigides (RM), respectivement. Cette gamme de fibrine la rigidité des gels était du même ordre de grandeur que celle rapportée pour les caillots sanguins18,19 et par conséquent, les gels de fibrine étudiés dans notre travail ont une pertinence directe pour les systèmes biologiques réels La figure 1b, en haut et en bas montre une image de microscopie électronique à balayage (SEM) de la structure de SM et RM, respectivement Un réseau SM a été formé par des fibres plus épaisses avec moins de points de ramification, en comparaison avec la structure RM, en accord avec des rapports antérieurs20,21 (Fig. 5 supplémentaire). corrélée avec la tendance de la variation de ses propriétés : la perméabilité du gel a diminué avec la taille des pores décroissante de SM à MM à RM (tableau supplémentaire 1), tandis que la rigidité du gel a changé dans l'ordre inverse. La structure du microgel n'a pas sensiblement changé après 30 jours de stockage à 4 ° C (Fig. 6 supplémentaire).

La figure 1c montre un schéma du canal microfluidique avec une section transversale circulaire, qui contient (de gauche à droite) : un canal au sens large avec un diamètre dl, dans lequel le microgel est resté non déformé, une région conique, une constriction avec un diamètre dc < D0, une région effilée et un canal dans son ensemble avec un diamètre dl (Fig. 7 supplémentaire). Dans une expérience typique, un microgel a été introduit sous une différence de pression positive ΔP de 0, 2 à 16 kPa dans le canal microfluidique (Fig. 8 supplémentaire). Cette plage de pressions correspond à la tension artérielle biologiquement pertinente (120 mmHg = 16 kPa)22. La figure 1d (de gauche à droite) montre des images représentatives d'un RM dans le canal en général, la région conique et la constriction. Le mouvement et la forme du microgel ont été enregistrés et analysés à l'aide d'un programme MATLAB. Fait important, dans la région effilée et la constriction, le microgel était en contact conforme avec les parois du microcanal (Fig. 8 supplémentaire). Le degré de confinement radial du microgel D0/dc = 1/λr dans la constriction était de l'ordre de 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, où 1/λr est le taux de compression. À ΔP > ΔPtr, le microgel a passé la constriction, où ΔPtr est la différence de pression de translocation. La longueur et la taille des pores de microgels confinés biaxialement ont été déterminées pour leur état équilibré, car la prise en compte de la viscoélasticité du gel est d'une importance capitale dans les systèmes biologiques. Le temps d'équilibrage était de 10 et 30 min pour les microgels d'agarose et de fibrine, respectivement. Après ces intervalles de temps, le microgel confiné a atteint sa position et sa forme à l'état d'équilibre, qui ont été enregistrées avec une caméra à grande vitesse et analysées par MATLAB.

Les figures 1e, f montrent des images de microscopie électronique à transmission (TEM) de la structure du RM non déformé et confiné biaxialement. Lors du confinement du RM dans la constriction, la taille des pores du microgel a considérablement diminué et leur forme est devenue anisotrope, avec des dimensions plus petites dans le sens de la compression, en accord avec un rapport antérieur23.

La compression biaxiale dans la constriction a entraîné un allongement du microgel dans la direction sans contrainte par le facteur λz = \({D}_{{{{{{\rm{z}}}}}}\)/\({D}_ {0}\), où \({D}_{{{{{{\rm{z}}}}}}}\) est la longueur du microgel confiné. La figure 2a montre la variation de λz par rapport à 1/λr pour les microgels de fibrine et d'agarose. De manière surprenante, pour une forte compression de 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, les microgels de fibrine présentaient un allongement λz non significatif de 1,12 +/-0,03, qui n'était que faiblement affecté par la valeur de 1/λr. Une telle réponse au confinement biaxial était en contraste marqué avec le comportement des microgels d'agarose confinés, pour lesquels un allongement plus grand λz = 1,3 a été observé même à une compression plus faible de 1/λr = 2,6.

a Variation de l'allongement mesuré expérimentalement λz de microgels d'agarose avec divers modules élastiques (2,6 kPa, losanges creux verts ; 8,3 kPa, cercles creux bruns ; 12,5 kPa, carrés creux orange ; et 20,2 kPa, triangles inversés creux magenta) et SM (solide rouge cercles), MM (carrés noirs pleins) et RM (triangles bleus pleins). Les lignes pleines montrent λz théoriquement prédit d'agarose (ligne verte) et de microgels de fibrine (les couleurs des lignes et des symboles coïncident). b, c En haut : schéma du réseau de brins d'agarose (b) et de fibrine (c) avant (gauche) et après (droite) compression biaxiale. En bas : les formes des réseaux correspondants avant et après déformation. Les directions de compression x et y sont représentées respectivement par les flèches magenta et marron. Dans les dessins animés du haut, les brins de réseau orientés le long de ces directions x et y sont représentés par les lignes de couleur magenta et marron correspondantes, tandis que les brins orientés dans la direction z sans contrainte sont représentés par des lignes vertes. Dans le gel de fibrine (c), les brins magenta et marron orientés dans les directions x et y sont plus pliés que dans l'état non déformé, tandis que les brins verts orientés dans la direction z sont pliés et étirés. La contrainte entre les directions de compression et d'étirement est transmise à travers les filaments avec des orientations intermédiaires. Dans les gels d'agarose, les brins de toutes les orientations déterminent la pression osmotique, ce qui contribue de manière significative à la déformation du gel. d Variation prévue du coefficient de Poisson biaxial, \({\nu }_{{{{{\rm{b}}}}}}}^{{{{{\rm{eff}}}}}}} =-{{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{z}/{{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{r}\ ), pour la compression équi-biaxiale des gels d'agarose (ligne verte) et de fibrine (ligne rouge). L'encart illustre la déformation biaxiale des gels. e Variation de la pression de translocation, ΔPtr, normalisée par la rigidité du gel S, tracée en fonction du taux de compression pour les microgels d'agarose et de fibrine. Les couleurs des symboles correspondent à celles de (a). Les lignes vertes et rouges représentent les relations théoriques entre ΔPtr/S et 1/λr pour les gels d'agarose et de fibrine, respectivement. Le fragment en pointillé de la ligne rouge montre l'augmentation de ΔPtr à forte compression, due aux interactions inter-fibres.

Cette différence est due au mécanisme différent de déformation des réseaux de microgels de fibrine et d'agarose qui sont composés respectivement de filaments flexibles24 et rigides25. La compression biaxiale d'un gel flexible entraîne la diminution de son volume et l'augmentation associée de la concentration et de la pression osmotique qui entraîne l'allongement du gel dans la direction non contrainte. L'allongement ultime du gel est déterminé par l'équilibre entre l'augmentation de l'énergie libre entropique des chaînes étendues et la diminution de l'énergie libre osmotique due à la concentration inférieure en polymère dans le gel étendu17. Pour une forte compression biaxiale, l'allongement du gel augmente lorsque λz ≈ 0,6 \({{\lambda}_{{{\rm{r}}}}^{-2/3}}\) (voir la ligne verte sur la Fig. 2a et discussion supplémentaire section 5.3.3). Les changements de conformation des brins flexibles avant et après confinement biaxial et des formes de réseau correspondantes sont illustrés sur la Fig. 2b.

À l'opposé, les gels filamenteux tels que la fibrine répondent au confinement biaxial d'une manière qualitativement différente. Les filaments qui sont principalement orientés parallèlement à la direction de compression, se plient (diminuant ainsi la distance entre les points de réticulation), tandis que les filaments qui sont pour la plupart perpendiculaires à la direction de compression sont redressés et étirés par des forces élastiques, entraînant un allongement du gel (Fig. 2c). La structure des SM, MM et RM non déformés a été caractérisée en analysant leurs images SEM et CFM (Discussion supplémentaire, section IV et Fig. 9 supplémentaire). En déterminant le module d'élasticité (E), le diamètre (d), la longueur du contour (R0), la distance bout à bout (L0 ≈ R0) et l'angle central (ψ0) des filaments dans les microgels de fibrine non déformés (tableaux supplémentaires 2 –4), nous avons trouvé que le module de flexion du filament, \({k}_{{{{{\rm{b}}}}}}}=\frac{9\pi E{d}^{4} {4{\psi }_{0}^{2}{L}_{0}}\) est nettement plus petit que son module d'étirement \({k}_{{{{{{\rm{s}} }}}}}=E\frac{\pi {d}^{2}{R}_{0}}{4}\), de sorte que kb/ks ≈ 0,1 (tableau supplémentaire 4). Ainsi, lors du confinement biaxial d'un gel, les filaments de fibrine se plient facilement mais résistent à l'étirement. L'allongement du réseau filamenteux soumis à une compression biaxiale est illustré dans la Fig. 17 supplémentaire.

Nous avons développé un modèle affine théorique (Discussion supplémentaire Section V et Figs. 10–16 supplémentaires), dans lequel l'allongement du gel fibreux a été déterminé à partir de l'équilibre local des forces élastiques agissant dans le gel, et prédit la déformation λz -1 sous un fort confinement biaxial comme

L'équation (1) montre que même sous une forte compression (\({\lambda }_{{{\mbox{r}}}}\,\to \,0\)) il y a une faible augmentation et une saturation subséquente du gel déformation d'allongement à λz–1 = 0,15 ± 0,05. Un tel comportement provient (i) de la petite valeur de \({\left({k}_{{{{{\rm{b}}}}}}}/{k}_{{{{{{\ rm{s}}}}}}\right)}^{1/2}\) ≈ 0,15−0,4 et (ii) le terme entre crochets se rapprochant asymptotiquement de \(1{{\mbox{/}}} \sqrt{3}\) pour un fort confinement biaxial. Surtout, le préfacteur \({\left({k}_{{{\mbox{b}}}}/{k}_{{{\mbox{s}}}}\right)}^{1/2 }\) est indépendant de la rigidité du filament E et n'est déterminé que par le rapport d'aspect du filament d/L0 et l'angle central d'un arc ψ0, qui sont similaires pour SM, MM et RM (tableau supplémentaire 4).

Pour mettre davantage en évidence la différence de déformation induite par le confinement des gels flexibles et filamenteux, nous avons introduit un coefficient de Poisson biaxial \({\nu }_{{{{{\rm{b}}}}}}{{\mbox{ =}}}\,\mathop{{\lim}}\limits_{{\lambda }_{{{{{\rm{r}}}}}}\to 1}\frac{{\lambda }_{ {{{{\rm{z}}}}}}-1}{1-{\lambda }_{{{{{\rm{r}}}}}}},\) qui décrit la déformation du gel dans le direction sans contrainte en réponse à des déformations égales dans deux directions radiales, et l'a étendue à une grande déformation uniforme \({{{{{\rm{\nu }}}}}}}_{{{{{\rm{b }}}}}}}^{{{{{\rm{eff}}}}}}}=-{{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{z} /{{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{{{{{{\rm{r}}}}}}}\). La figure 2d montre la variation prévue de \({{{{{\rm{\nu }}}}}}}_{{{{{\rm{b}}}}}}}^{{{{ {{\rm{eff}}}}}}\) pour la compression biaxiale uniforme de gels flexibles (tels que l'agarose) et rigides (tels que la fibrine) (Discussion supplémentaire Section 5.3.4) et met en évidence une forte différence dans leur réponse au confinement. Pour un gel d'agarose, sous fort confinement, \({{{{{{\rm{\nu }}}}}}}_{{{{{\rm{b}}}}}}}^{{ {{{{\rm{eff}}}}}}\) augmente jusqu'à une valeur asymptotique de 2/3, tandis que pour le gel de fibrine, il diminue jusqu'à zéro, car lnλz/lnλr → 0 car λz sature avec l'augmentation de λr. Notez que dans les expériences, un microgel sphérique confiné a subi une déformation non uniforme, sa partie centrale subissant une compression plus forte, cependant, l'extrapolation à un grand 1/λr a permis une comparaison entre l'expérience et la théorie des gels uniformément déformés.

Une autre différence dans le comportement des gels à brins flexibles et filamenteux a été trouvée pour leur translocation à travers la constriction. La pression de translocation ΔPtr normalisée par la rigidité du gel S augmentait avec l'augmentation de la compression (Fig. 2e), mais pour 2, 0 ≤ 1 / λr ≤ 3, 5, les microgels de fibrine passaient la constriction à des valeurs ΔPtr / S sensiblement plus petites. Le confinement des microgels d'agarose a entraîné une augmentation de la pression osmotique, entraînant une extension du gel dans le sens longitudinal avec l'étirement des molécules de polymère (Fig. 2b, à gauche) et une augmentation de la pression de translocation lorsque ΔPtr/S ∼ (1/λr )14/3 17. En revanche, la forme des microgels de fibrine confinés a été déterminée par l'équilibre de l'énergie des filaments comprimés radialement et étirés dans le sens longitudinal, ce qui a entraîné la déformation longitudinale maximale λz ~\(\sqrt{{ k}_{{{{{{\rm{b}}}}}}}/{k}_{{{{{{\rm{s}}}}}}}}\). Pour 1/λr ≫ 1, le changement de pression de translocation mis à l'échelle comme ΔPtr/S ∼\({{\lambda }}_{{{{{\rm{r}}}}}}}^{{-}1 }{{{{{\rm{ln}}}}}}\left({{\lambda }}_{{{{{\rm{r}}}}}}}^{{-}1} \right)\) (Section de discussion supplémentaire 5.4), comme indiqué par la ligne rouge continue sur la figure 2e. Ainsi, la dépendance de ΔPtr au confinement était plus faible que pour le gel d'agarose. Pour une compression de 1 / λr> 3, 5, une augmentation significative de la fraction volumique des filaments et des interactions des filaments voisins a limité la déformation supplémentaire du gel et entraîné l'écart des résultats expérimentaux par rapport à la prédiction (la ligne pointillée rouge sur la figure 2e). On en déduit que pour les mêmes 1/λr et Δ\({P}_{{{{{{\rm{tr}}}}}}}_{{{{{{\rm{fibrine}}}} }}}}\) < ΔP < Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr}}}}}}}_{{{{{{\rm{agarose}}}}} }}}\), le gel d'agarose serait piégé dans le microcanal, tandis qu'un gel de fibrine de même rigidité le passerait. Pour ΔP < Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr}}}}}}}_{{{{{{\rm{fibrine}}}}}}}}\), les deux gels obstrueraient le canal, cependant le gel de fibrine serait poussé plus profondément et subirait une compression plus forte, bloquant ainsi plus efficacement l'écoulement du liquide. Les résultats présentés sur la figure 2 impliquent que les gels fibreux agiraient comme des bouchons efficaces pour réduire les saignements ou supprimer l'apport sanguin à la tumeur.

D'autre part, la fibrine forme l'échafaudage des caillots sanguins qui provoquent la thromboembolie, une condition pathologique dans laquelle un thrombus obstrue un vaisseau sanguin à ΔP < ΔPtr, par exemple dans certains types d'AVC ischémiques (Fig. 3a). Un allongement plus faible induit par le confinement des microgels de fibrine, par rapport aux gels à brin flexible, conduit à une augmentation plus forte de la concentration de fibrine, C/Cfibrinogène, où C et Cfibrinogène sont les concentrations de polymères dans le microgel confiné et non déformé, respectivement. La figure 3b montre une augmentation de plus de sept fois du C/Cfibrinogène à 1/λr ≈ 4,0 pour SM, MM et RM, entraînée par le confinement et la perte d'eau (Fig. 16 supplémentaire).

un schéma de l'occlusion d'une artère cérébrale dans le cerveau. b Augmentation relative médiée par le confinement de la concentration de fibrine dans les SM obstructifs (cercles pleins rouges), les MM (carrés pleins noirs) et les MR (triangles pleins bleus). c Conception expérimentale utilisée pour les études de lyse du gel de fibrine confiné. Une solution de tPA marqué par fluorescence dans du TBS a été infusée à un débit de 5,6 × 107 μm3/s et une différence de pression supplémentaire de 0,7 Pa à partir d'un canal placé orthogonalement à l'axe longitudinal du microcanal principal. d Images de microscopie multicanaux fusionnées d'un MM obstructif (D0 = 200 μm) positionné à Xf = 28 μm à ΔP = 700 Pa et soumis à digestion. Les lignes pointillées verticales montrent les positions d'origine des bords MM arrière et avant à tlys = 0. Les couleurs verte et rose correspondent respectivement au FITC-Dextran (70 kDa) et au tPA marqué AlexaFluor633. e Variation temporelle du volume relatif de RM occlusif avec D0 de 174 μm (triangles inversés creux bleus), 199 μm (triangles bleus) et 218 μm (triangles creux bleus), respectivement, placés à Xf = 28 ± 1 μm dans région de microcanal conique à ΔP de 1200, 1800 et 3000 Pa, respectivement, et Q = 1860 ± 70 μm3/s. L'encart montre RM (D0 = 218 μm) bloquant le microcanal. f Variation temporelle du volume relatif de SM, MM ou RM (D0 = 197 ± 3 μm) placé à Xf = 32 ± 12 μm dans la zone du microcanal effilé à ΔP de 400, 750 et 1800 Pa et Q de 12300, 2400 et 1860 μm3/s, respectivement. Xf est la position du bord avant du microgel déterminé sa distance depuis le début de la constriction. V(tlys) et V0 est le volume temporel du microgel lysé et le volume du microgel non perturbé, respectivement. Les couleurs des symboles correspondent à celles de b. Les flèches noires en e, f correspondent au dernier point de temps avant que le microgel ne passe le microcanal. Les barres d'échelle en d, e sont de 100 μm.

Pour examiner les conséquences du confinement sur la réduction du flux de liquide à travers les gels de fibrine obstructifs, nous avons étudié la lyse des SM, MM et MR infiltrés par un agent thrombolytique activateur tissulaire du plasminogène (tPA). La figure 3c montre la conception expérimentale utilisée pour les expériences de lyse. À ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) et un débit, Q = 2400 μm3/s, de solution saline tamponnée au Tris (TBS) mélangée à 0,1 mg/mL de (isothiocyanate de fluorescéine) FITC-Dextran, le microgel a occlus le microcanal effilé région. La position du bord avant, Xf, du microgel a déterminé sa distance depuis le début de la constriction, X0. Pour induire la lyse, une solution de tPA marqué par fluorescence dans du TBS a été perfusée à partir d'un canal placé orthogonalement à l'axe longitudinal du microcanal principal.

Lorsque la solution de tPA a atteint le MM occlusif, le bord arrière du microgel est devenu flou, indiquant le début de la digestion de la fibrine au temps tlys = 0 (Fig. 3d et Fig. 18 supplémentaire). Au cours de la fibrinolyse, le tPA marqué par un colorant s'est accumulé à l'intérieur du MM et s'est lié aux filaments de fibrine26, entraînant une augmentation progressive de l'intensité de la couleur rose du microgel. A tlys = 60 min, le MM a rétréci, en raison de la dissolution de sa partie arrière, tandis que la position de son bord avant, Xf, a changé de manière insignifiante. Après 160 min, un MM fortement contracté s'est déplacé plus loin dans la constriction, et à tlys = 161 min, il a traversé la constriction, rétablissant ainsi l'écoulement du liquide à travers le microcanal (Fig. 3d et Supplémentaire Fig. 18, colonne de droite) .

La figure 3e montre la réduction dépendante du temps médiée par la lyse du volume V(tlys) normalisé par le volume d'origine, V0, de microgels de fibrine de différentes dimensions. Un RM avec D0 de 174, 199 ou 218 μm a été placé dans le microcanal à ΔP de 1200, 1800 ou 3000 Pa, respectivement, et Q = 1860 ± 70 µm3/s pour obstruer le microcanal (Fig. 3e, encadré) . Avec une alimentation en tPA, les microgels se sont progressivement rétrécis, jusqu'à ce qu'ils deviennent suffisamment petits pour passer le canal. Un temps de lyse plus long était nécessaire pour la réduction du volume critique pour les MR avec un diamètre d'origine plus grand. Comme le flux à travers les MR de différentes dimensions était similaire, la lyse s'est produite à un rythme similaire, entraînant la digestion d'une plus petite fraction de MR plus grands et leur translocation retardée. La figure 3f montre la diminution relative induite par la lyse de V(tlys)/V0 pour SM, MM et RM avec D0 = 197 ± 3 μm, tracée en fonction de tlys. Chaque microgel a été placé dans le microcanal à ΔP de 400, 750 ou 1800 Pa et Q de 12300, 2400 ou 1860 μm3/s pour SM, MM et RM, respectivement. Même si la pression appliquée au SM était 4,5 fois inférieure à celle du RM, le flux à travers le SM était plus de six fois plus fort, en raison de sa perméabilité plus élevée, et le taux de retrait du microgel a diminué de SM à MM à RM. Par exemple, à tlys = 78 min, le SM s'est largement dissous et transloqué, tandis que le MM et le RM, malgré le maintien de seulement 16 et 20 % de leurs volumes d'origine, respectivement, ont continué à obstruer le microcanal. Ces résultats signifient l'importance de la lyse par convection des gels fibreux confinés et sont en corrélation avec les rapports sur la digestion plus rapide des caillots avec une teneur en fibrine plus faible27,28.

En résumé, notre travail montre expérimentalement et théoriquement le mécanisme de la réponse des gels filamenteux au confinement biaxial. Le comportement des gels fibreux sous confinement était régi par la forte asymétrie dans l'énergie de déformation des filaments (doux à la compression et rigide à l'extension) et était contrôlé uniquement par le rapport d'aspect et la courbure du filament. Cette réponse a conduit à un allongement minimal des gels fibreux confinés à des capillaires étroits, une diminution de leur coefficient de Poisson biaxial avec une compression croissante et des pressions de translocation plus faibles, par rapport aux gels à brin flexible avec une rigidité similaire.

Étant donné que le confinement biaxial des particules déformables molles est utilisé dans un large éventail de technologies29,30,31,32, nos découvertes stimulent le développement de nouveaux matériaux fibreux. En particulier, le confinement biaxial des gels filamenteux dans des capillaires ou des tubes étroits entraînerait leur forte densification et une diminution significative de la perméabilité. Un flux liquide fortement supprimé à travers des gels fibreux occlusifs offre des avantages dans leur utilisation comme bouchons pour prévenir les saignements ou réduire l'apport sanguin aux tumeurs malignes33,34,35. D'autre part, la réduction du flux de liquide à travers les gels de fibrine obstructifs et, par conséquent, la suppression de la thrombolyse induite par la convection donne un aperçu de la lente lyse des caillots sanguins occlusifs27,36,37. Notre système modèle est la première étape vers le développement de la compréhension des conséquences de la réponse mécanique des hydrogels de biopolymères fibreux au confinement biaxial. L'incorporation de cellules sanguines ou de plaquettes dans des gels de fibrine obstructifs affectera leur comportement médié par le confinement38 et constituerait la prochaine étape dans la découverte du comportement de systèmes biologiquement pertinents plus complexes.

Les réactifs pour la préparation de microgels de fibrine et la fabrication de dispositifs MF sont décrits dans les informations supplémentaires (Méthodes supplémentaires Section 2 et 4). Des microgels de fibrine ont été préparés en utilisant l'émulsification de la solution mixte de fibrinogène, de tampon Tris et de thrombine dans un dispositif MF à focalisation de flux, qui a été suivie d'une gélification de gouttelettes. Une solution de fibrinogène bovin (60 mg/mL dans du TBS), un tampon Tris et une solution de thrombine bovine (5 U/mL dans une solution de CaCl2 10 mM) ont été injectés dans le dispositif MF à l'aide de deux pousse-seringues contrôlés indépendamment (PhD 200 Harvard Apparatus PHD 2000 Syringe Pump , ETATS-UNIS). La phase continue, F-huile contenant 1 % en poids de copolymère séquencé PFPE-P(EO-PO)-PFPE, a été injectée dans le dispositif MF à l'aide de la troisième pompe à seringue. Les gouttelettes générées dans le dispositif MF ont été recueillies dans un tube à centrifuger de 15 ml contenant de l'huile F. Le tube a été placé pendant 1 h dans le bain-marie à 37 ° C pour compléter la gélification de la fibrine. Des microgels de fibrine marqués au FITC ont été préparés à partir du mélange de fibrinogène bovin et de fibrinogène humain marqué au FITC qui ont été mélangés à un rapport pondéral de 33:1, respectivement. La procédure était identique à celle utilisée pour la préparation des microgels de fibrine.

Les microgels ont été transférés de l'huile F au TBS en centrifugeant la dispersion à 185 g pendant 2 min. Les microgels déposés ont été dispersés dans de l'huile F mélangée à 20 % en poids de perfluorooctanol, puis dans de l'hexane contenant 0,5 % en poids de Span 80, de l'hexane, une solution aqueuse à 0,1 % en poids de Triton X et du TBS. Enfin, les microgels ont été dispersés dans du TBS contenant 0,01 % en poids de Tween 20 et stockés à 4 °C pendant environ 1 à 2 semaines avant les expériences.

La fabrication des dispositifs MF est décrite dans les informations supplémentaires (Méthodes supplémentaires Section 5). Dans une expérience typique, un ΔP positif contrôlé par les hauteurs relatives des réservoirs d'eau reliant l'amont et l'aval au dispositif MF, a été utilisé pour introduire un microgel d'un diamètre 150 < D0 < 270 μm dans un microcanal. La taille non perturbée du microgel a été déterminée par imagerie dans le canal en général. Le microgel s'est arrêté dans une zone conique à l'entrée de la constriction. Un programme MATLAB a été utilisé pour déterminer la position du microgel le long de l'axe des x lorsque la pointe du microgel avant est restée invariante pendant 2 min. Suite à une augmentation progressive de ΔP, le microgel s'est déplacé le long de la zone conique, jusqu'à ce qu'il entre dans la constriction. Après insertion complète du microgel dans la constriction, ΔP a été rapidement réduit à zéro en équilibrant le niveau d'eau entre les réservoirs, et le microgel occlusif a été maintenu dans la constriction dans un état stationnaire. La longueur du microgel obstructif a été mesurée après son confinement de 30 min dans la constriction.

Au cours des expériences de fibrinolyse, des solutions de dextrane marquées au t-PA et au FITC ont imprégné un microgel occlusif. Le débit de chaque liquide a été surveillé par imagerie de fluorescence à canal individuel. t-PA marqué AlexaFluor 633 attaché aux fibres de fibrine et accumulé à l'intérieur du microgel de fibrine rétrécissant (canal TRITC dans la Fig. 18 supplémentaire). La solution de dextrane marqué au FITC s'est déplacée à travers le microgel sans accumulation.

Les données à l'appui des conclusions de cette étude sont disponibles sur demande auprès de l'auteur correspondant. Les images SEM brutes du gel de fibrine, les images TEM brutes du gel de fibrine avant et après le confinement, et les données sources sous-jacentes aux Figs. 2 et 3 sont fournis dans le fichier Source Data. Les données sources sont fournies avec ce document.

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YL reconnaît la bourse d'études Trillium de l'Ontario. YFL remercie le programme de bourses postdoctorales Banting (CRSNG Canada). EP est reconnaissant pour la bourse d'études supérieures du Canada du CRSNG (programme de doctorat). EK et AR apprécient le soutien financier de ce travail par le CRSNG Canada via les programmes Découverte et Chaire de recherche du Canada. AR reconnaît la subvention de l'Association pulmonaire du Canada. MR apprécie le soutien financier de la National Science Foundation (subvention EFMA-1830957) et des National Institutes of Health (subvention P01-HL108808).

Yang Li

Adresse actuelle : Département d'orthopédie, Centre médical universitaire d'Utrecht, Université d'Utrecht, Heidelberglaan 100, 3584 CX, Utrecht, Pays-Bas

Yunfeng Li

Adresse actuelle : State Key Laboratory of Supramolecular Structure and Materials, College of Chemistry, Jilin University, 2699 Qianjin Street, Changchun, 130012, Chine

Élisabeth Prince

Adresse actuelle : Department of Chemistry, Massachusetts Institute of Technology, 88 Ames Street, Apartment 306, Cambridge, MA, 02142, USA

Département de génie chimique et de chimie appliquée, Université de Toronto, 200 College Street, Toronto, ON, M5S 3E5, Canada

Yang Li, Arun Ramachandran et Eugenia Kumacheva

Département de chimie, Université de Toronto, 80 Saint George Street, Toronto, ON, M5S 3H6, Canada

Yunfeng Li, Elizabeth Prince et Eugenia Kumacheva

Institut de recherche sur la thrombose et l'athérosclérose, 237, rue Barton Est, Hamilton, L8L 2 × 2, ON, Canada

Jeffrey I. Weitz

Département de biochimie et des sciences biomédicales, Université McMaster, 1280, rue Main Ouest, Hamilton, ON, L8S 4K1, Canada

Jeffrey I. Weitz

Département de médecine, Université McMaster, 1200, rue Main Ouest, Hamilton, ON, L8N 3Z5, Canada

Jeffrey I. Weitz

Institut de physique PN Lebedev, Académie des sciences de Russie, 53 Leninskiy Prospekt, Moscou, 119991, Fédération de Russie

Sergueï Panyukov

Département de génie mécanique et des sciences des matériaux, Duke University, Durham, NC, 27708, États-Unis

Michel Rubinstein

Département de génie biomédical, Duke University, Durham, NC, 27708, États-Unis

Michel Rubinstein

Département de chimie, Duke University, Durham, Caroline du Nord, 27708, États-Unis

Michel Rubinstein

Département de physique, Duke University, Durham, Caroline du Nord, 27708, États-Unis

Michel Rubinstein

World Primer Institute for Chemical Reaction Design and Discovery (WPI-ICReDD), Hokkaido University, Sapporo, Hokkaido, 001-0021, Japon

Michel Rubinstein

Institut de génie biomédical, Université de Toronto, 164, rue College, Toronto, ON, M5S 3G9, Canada

Eugenia Kumacheva

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YL, YFL et EP ont réalisé des expériences. YL a effectué des analyses de données pour la modélisation théorique. AR, SP et MR ont effectué une modélisation théorique. JW a discuté et interprété les résultats expérimentaux. EK a supervisé et dirigé la recherche. Tous les auteurs ont contribué au manuscrit.

Correspondance à Arun Ramachandran, Michael Rubinstein ou Eugenia Kumacheva.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Communications remercie Jian Ping Gong et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail.

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Réimpressions et autorisations

Li, Y., Li, Y., Prince, E. et al. Hydrogels fibreux sous confinement biaxial. Nat Commun 13, 3264 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-30980-7

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Reçu : 25 janvier 2022

Accepté : 19 mai 2022

Publié: 07 juin 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41467-022-30980-7

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